动物实验技术指南-功能学科实验教程

第三章　动物实验基本技术

随着科学的发展，动物实验方法已成为医学科学研究和教学工作及相关学科研究中必不可少的重要手段。通过对动物的实验、观察和分析，来研究和解决医学上存在的许多问题。动物实验方法是多种多样的，在医学的各个学科领域内都有其不同的应用，但有一些基本的实验方法则是共同性的，如健康动物的识别、选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、取尿、急救、处死、尸检等，不论从事何种课题的医学研究都涉及这套实验动物的基本操作方法。

动物实验按机体水平不同可分为整体实验和离体实验。整体实验是指对完整机体所施行的实验，譬如动物血压、呼吸的测定，又如肠系膜微循环的观察，这些实验都是在完整的生命环境中进行的;离体实验是指将机体中需要进行实验的组织或器官分离出体外，在特定的条件下进行实验。根据实验目的和要求，离体实验的标本可以是分子、亚细胞、细胞、组织或器官。

按动物实验的时间长短则可分为急性实验和慢性实验等。

功能学科实验中一些常用的动物实验方法有以下几种。

1．动物疾病模型复制　这是研究人类疾病的发生、发展和转归规律，以及防治方法和药物作用机制的重要手段之一，此方法是动物实验最基本的方法。最好选择与人类疾病相同的动物自发疾病模型，如日本的自发性高血压大鼠，是最理想的人类疾病动物模型。采用人工的方法使动物在一定致病因素(机械、化学、生物或物理等)作用下，造成动物的组织、器官或全身的一定损伤，产生特定的功能和代谢改变，复制成与人类疾病相似的动物疾病模型。

2．在体或离体器官实验　在体器官实验是在麻醉情况下对分离暴露的器官或组织进行观察和研究，如观察其正常状态下的功能变化并分析其机制，或观察动物在疾病和药物作用状态下，所观察的动物整体或局部器官组织的功能和代谢改变，从而分析疾病的发生机制和药物的作用机制。离体实验则是利用动物的离体组织、器官，用在体情况下无法实施的手段，观察该组织、器官的各种生理、病理生理指标的变化或药物对其的影响，如离体蛙心灌流、神经干电生理等。

无论是在体实验还是离体实验，都需要设定观察指标，而这些观察指标需要特定的方法来实现，这些方法主要有以下几个方面。

1．仪器检测和体液生化测定法　用电生理记录仪对动物各种生物电进行观察和记录，如心电、肌电、脑电等，或对动物体液(血液、尿液等)中各种生物活性物质进行测定，如各种酶、激素、电解质和血液凝血因子等。

2．免疫学观察法　注入抗原使动物致敏，制备多种抗血清，或采用免疫荧光技术、酶标记免疫技术、放射免疫测定技术、免疫电镜技术等对动物免疫后各种免疫变化进行检查。

3．其他方法　如条件反射法、生物遗传法、放射生物法、药物化学法等。

除了上述方法，下面介绍一些实验中常用的具体方法。

第一节　选择实验动物的一般方法

一、健康动物的识别

用于实验研究的动物除特殊要求外，必须都是健康、营养状态良好的。动物的健康状况对实验结果正确与否有直接的影响。一般情况下，健康动物对药物的耐受能力较有病动物强，有病动物易于中毒死亡，不健康的动物由于内环境已有某种程度的改变，故对各种处理反应能力降低，应激耐受力很差，使实验结果失真。

健康动物外观发育正常、无畸形、无外伤及皮肤无感染，体形丰满，胸廓和背部发育良好及宽阔、臀部浑圆而匀称，四肢及背部正常，营养良好，饮食和排尿、排便正常，体重不低于该年龄应达到的平均指标，毛发清洁、浓密有光泽，行动迅速，反应灵敏，不迟钝也不亢进，步态无异常等。

二、实验动物性别的识别

1．小鼠、大鼠的性别识别　成年鼠雄性有明显膨起的阴囊和阴茎，雌性有明显的乳头和阴道口，因此较易区分。而新生仔的性别判定有以下识别要点:①外生殖器(阴蒂或阴茎)距离肛门间隔短的是雌性，间隔长的为雄性;②雄性肛门与外生殖器之间长有毛发;③雄性的外生殖器(阴茎)突起较雌性的(阴蒂)大;④雌性乳头较雄性明显。但是对此判别要有一定经验(图3- 1- 1)。

图3- 1- 1　小鼠的性别判定

2．豚鼠的性别识别　豚鼠的妊娠时间比较长，产下仔鼠有被毛，眼睛能睁开，有恒齿。新生仔的性别也容易通过外生殖器的形态来判定。雌性外生殖器阴蒂突起比较小，用拇指按住这个突起，其余指拨开大阴唇的被褶，可看到阴道口，但是一定要注意，豚鼠的阴道口除发情期以外有闭锁膜关闭着。雄性外生殖器有包皮覆盖阴茎的小隆起，用拇指轻轻按住包皮小突起的基部，龟头突出容易判别。

图3- 1- 2　家兔的性别判定

3．兔子的性别识别　新生仔兔的性别判定比大鼠等困难。雌雄是根据肛门和尿道开口处之间的距离及尿道开口部的形态来判别，雄性肛门和尿道开口部之间的距离是雌性的1．5～2倍。手指按压靠近尿道开口处的下腹部，雌性肛门和尿道开口部之间的距离不明显伸长，尿道开口依然指向肛门方向，雄性则距离明显伸长，尿道开口指向肛门相反的方向。雌性的尿道开口部形状是裂缝，细长形，雄的则是圆筒形。成年兔根据雌性阴道口的存在及雄性阴囊部膨胀和阴茎的存在相区别(图3- 1- 2)。

第二节　实验动物编号的标记方法

进行动物实验时，有时所需动物数量较多。为了便于观察每个动物的变化情况，详细记录各种所需的实验数据，实验前需对动物进行随机分组和编号标记。常用动物编号的标记方法有多种，各自有其优缺点，实验者需按不同的实验加以选择应用。

一、涂色法

此法操作简便，取材容易，是动物实验中常用的编号标记方法。

1．常用染料

( 1)红色染料　0．5%中性红或品红溶液。

( 2)黄色染料　3%～5%苦味酸溶液。

( 3)咖啡色染料　2%硝酸银溶液。

( 4)黑色染料　煤焦油的乙醇(酒精)溶液。

2．标记规则　根据实验动物被毛颜色的不同，选择不同化学药品涂染动物背部被毛即可。

( 1)兔、猫、狗等动物的标记方法　可用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写号码。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露10 min左右，才可在涂写处见到清晰的咖啡色号码字样。其颜色的深浅，决定于在日光下暴露时间的长短和日光的强弱。涂写时，实验者最好戴上手套，以免硝酸银溶液溅到手上使皮肤着色很难洗去。

( 2)大、小鼠标号　通常在动物的不同部位涂上有色斑点来表示不同的号码。常用规则是:左前腿代表1、左后腿代表2、右前腿代表3、右后腿代表4，头部代表5，尾基部代表10，1 +5 = 6、…，10 + 1 = 11，余类推。此法只能编到19号，用于少量动物。

如动物数多可采用另一种编号方法:如左前腿上为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾基部为6，右前腿为7，右腰部为8，右后腿为9。若动物编号超过10或更大数字时，可使用两种不同颜色的溶液，如把黄色定为个位数，红色定为十位数。例如在左前腿上标记红色和黄色斑点，表示为11;而头顶红色斑点，右后腿黄色斑点，则表示49，依此类推(图3- 2- 1)。

图3- 2- 1　鼠标记方法

此法缺点是深色被毛的动物不宜采用。

二、穿耳打孔法

用专门的打孔器，在耳朵的不同部位打孔或打缺口来表示一定号码，是小鼠标记的常用方法之一。习惯上耳缘内侧打一小孔，按前、中、后分别标为1、2、3 号;若在耳缘部打成一缺口，则分别表示4、5、6号;若打成双缺口状，则表示7、8、9号。右耳表示个位数，左耳表示十位数。再加上右耳中部打一孔表示100，左耳中部打一孔表示200，按此法可编至400号。

三、挂牌法

此法简便实用，常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将号码烙压在圆形或方形金属牌上，金属牌常用铝板或不锈钢制作，可长期使用而不生锈。实验前，用铁丝穿过金属牌上的小孔，固定在狗链条上;亦可将号码直接烙在拴动物的皮带上，将此颈围固定在动物的颈部。

四、其他方法

1．被毛剪号法　用剪刀在动物背部的被毛上剪出号码。此法编号清楚、可靠，便于实验者观察，用大动物做实验时常采用。

2．人工针刺号码法　用手拔去兔耳的被毛，采用人工针刺号码，刺后涂以乙醇黑墨汁即可。

3．烙印法　采用号码烙印钳将号码烙在免、豚鼠的耳朵上。

第三节　实验动物的捕捉和固定

正确的抓取固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，确保实验顺利进行。

一、小鼠的抓取固定方法

小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。抓取时先用右手抓取鼠尾提起，放在其前爪能抓牢的物体表面稍向后提，或放在实验台上，在其向前爬行时，用左手拇指和示指迅速捏住其后颈部皮肤，把鼠体置于左手心中，将鼠尾用无名指和小指压在手掌上(图3- 3- 1)。右手即可进行各种操作，如灌胃，皮下、肌肉和腹腔注射等。

图3- 3- 1　小鼠捉拿方法

图3- 3- 2　小鼠的固定方法

如进行解剖、手术、心脏及尾部采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定。解剖手术和心脏采血等均可使动物先取仰卧位(必要时先进行麻醉)，再用大头针或线绳将鼠前后肢依次固定在木板上(图3- 3- 2)。尾静脉取血或尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定;或让小鼠钻入适当大小和重量的容器内，只露出尾巴，这种容器应能够压住尾部不让其活动;或把小鼠放在一小黑布口袋内，小鼠趋黑，向前爬动，在尾部将小布口袋缩口，固定小布口袋后，可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。

如只想挪动小鼠，可用两手把它捧起或用右手拇指和示指的指腹抓住尾部中央将小鼠倒提起来。

二、大鼠的抓取固定方法

4～5周龄以内的大鼠抓取方法与小鼠相仿，即抓住尾部提起，周龄较大的大鼠提抓尾巴时，因尾部皮肤容易被剥脱，故抓取时以抓捏颈背部皮肤为宜。由于大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，以防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，提拿时最好戴上防护手套，轻轻抓住尾巴后提起，置于试验台上，固定方法随操作目的而定。如需尾静脉取血或注射，可将大鼠放入固定盒内或用小黑布口袋装大鼠，使其只露尾部;如要腹腔注射或肌肉注射或灌胃，可用右手提住鼠尾，将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面，如铁丝笼子，稍向后拉鼠尾、鼠身被拉长，用左手手心贴住大鼠背部(图3- 3- 3)，然后迅速用示指(注意示指弯曲，用外侧)和拇指捏住后颈部皮肤(以防动物转过头来咬伤操作者的手指)，同时其余三指和大鱼际捏住背部皮肤，尽可能多地捏住皮肤，即可将大鼠固定在左手中，右手可进行其他操作;如需长时间固定操作，可将大鼠四肢固定在木板上，用一根棉绳拉住两只门齿固定在头端木板边缘的钉子上。

图3- 3- 3　大鼠捉拿方法

三、蛙类的抓取固定方法

蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和示指分别压住左、右前肢，右手进行操作。在抓取蟾蜍时，应注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液喷出射进眼中。实验如需长时间观察、可破坏其脑脊髓(观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓)或麻醉后用大头针固定在蛙板上，依据实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。

四、豚鼠的抓取固定方法

豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激，所以在抓取时必须稳、准和迅速。抓取幼小豚鼠时，用两手捧起来，成熟动物则用右手大把抓起来，用手固定。方法是先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和示指环握颈部，另一只手托住臀部(图3- 3- 4)，也可用固定器固定豚鼠或将豚鼠四肢固定在木板上。

图3- 3- 4　豚鼠抓取固定方法

五、家兔的抓取固定方法

家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免被其抓伤。进行皮下、腹腔、肌肉注射或测肛温时，只需将家兔抓牢或按住即可。抓兔的方法是用右手把两耳轻轻地拿在手心，抓住颈后部的皮厚处，提取兔，然后用左手托住臀部，使兔的体重大部分落在左手上(图3- 3- 5)。不能单提两耳，因为兔耳并不能承担全身重量，易造成疼痛而引起挣扎。单提两耳、捉拿四肢、提抓腰部和背部都是不正确的抓法。

图3- 3- 5　家兔捉拿方法

当仅对兔的头部进行操作时，如耳静脉注射、采血等，可用兔固定器(盒)固定头部，而对兔进行测量血压、呼吸及手术时，可将兔固定在兔手术台(解剖架)上，四肢用棉绳固定于手术台两侧，另用一根棉绳拴住兔的两只门牙固定于实验台的铁柱上即可。

六、狗的抓取固定方法

因狗性凶悍，能咬伤人，因此进行实验时第一步就是要绑住狗嘴。驯服的狗绑嘴时可从侧面靠近轻轻抚摸其颈背部皮毛，然后迅速用布带缚住其嘴，用粗棉带从下颌绕到上颌打一结，然后绕下颌再打一结，最后将棉带索引到头后，在颈顶上打第三结(图3- 3- 6)，捆绑松紧要合适，麻醉(尤其用乙醚麻醉)后应立即解绑，以免由于鼻腔黏液阻塞而造成窒息。未经驯服用于急性实验的狗，可用特制的狗头钳夹住其颈部，注意不要夹伤嘴和其他部位，麻醉后移去狗头钳，再固定于实验台上。狗固定时先固定头部，再固定四肢。固定狗头需用一特制的狗头固定器。四肢固定方法与家兔相同。

图3- 3- 6　狗嘴捆绑法

第四节　实验动物的麻醉方法

动物麻醉分局部麻醉和全身麻醉。

一、局部麻醉

亦称局部浸润麻醉。局部麻醉一般采用1%普鲁卡因溶液作为麻醉药。操作方法:将动物固定，局部手术野去毛，用左手拇指及中指将动物的局部皮肤提起使成一皱褶，并用示指按压皱褶的一端，使成三角体，增大皮下空隙，以利针刺。右手持装有麻醉药品的注射器，自三角体中点刺入皮下(有突破感，再前进时无阻力感)，并将针头平行地全部扎入，当确信针头在皮下时即可松开皱褶，注药前回抽针栓，确认无回血，再注入药液，边注药边向后退移针头，同时注意向两侧注药，直至整个手术切口部位完全被麻醉药浸润为止，拔出针头，用手轻轻揉捏注射部位皮肤，以使药液均匀弥散。如手术切口长，则在手术切口线的中点进针，在针头未退出前，将针180°反转，向反方向刺入手术切口的另一终点，按上述方法再继续推药。注射完后1 min左右即可手术。

二、全身麻醉

全身麻醉的方法有乙醚吸入麻醉、腹腔注射麻醉和静脉注射麻醉等(具体方法参见给药方法)。

1．乙醚吸入麻醉　乙醚为无色透明液体，极易挥发，挥发的气体有特殊的刺激味，且易燃易爆。乙醚是最常用的吸入麻醉剂，可用于多种动物的麻醉。给小动物麻醉时，可将蘸湿乙醚的棉花和小动物一起放入钟罩内，并密切观察动物的反应，如呼吸频率变化和活动情况，当动物瘫软时，说明麻醉已发生效应，可移开钟罩和棉花。注意乙醚不可吸入过量，否则会引起动物死亡。给大动物如家兔实施麻醉时，可将蘸湿乙醚的棉花放在一个大烧杯中，将家兔头部固定，将烧杯套在家兔口鼻部，使其吸入杯中乙醚气体，同时检查家兔角膜反射和四肢张力，一旦发生角膜反射消失，四肢张力减弱或消失，即告麻醉成功，可移开烧杯。同样注意不可麻醉过深。

乙醚麻醉时需注意，因乙醚对呼吸道黏膜有刺激作用，可使其产生大量分泌物，影响肺通气。

2．注射麻醉　可通过腹腔或静脉注入麻醉药实施麻醉。用于麻醉的药品种类有多种，具体药物、给药途径和剂量见表3- 4- 1。

表3- 4- 1　常用非挥发性麻醉药的用法及剂量

第五节　实验动物的常用手术方法

一、实验动物的被毛去除方法

1．拔毛法　此法简单实用，在各种动物作后肢皮下静脉注射或取血，特别是家兔耳缘静脉注射或采血时常用。将动物固定后，用拇指和示指将所需部位的被毛拔去即可。若涂上一层凡士林，可更清楚地显示血管。

2．剪毛法　这是急性实验中最常用的方法。将动物固定后，先将剪毛部位用水湿润，将局部皮肤绷紧，用弯头手术剪紧贴动物皮肤，依次将所需部位的被毛剪去。可先粗略剪去较长的被毛，然后再仔细剪去毛桩。千万注意不能用手提着皮毛剪，否则易剪破皮肤，影响下一步的实验。为避免剪下的被毛四处飞扬，应将剪下的被毛放入盛有水的烧杯内。

3．剃毛法　大动物做慢性手术时常采用。先用刷子蘸温肥皂水将需剃毛部位的被毛充分浸润透，然后用剃毛刀顺被毛方向进行剃毛。若采用电动剃刀，则逆被毛方向剃毛。

4．脱毛剂法　此种方法常用于作大动物无菌手术、局部皮肤刺激性试验，观察动物局部血液循环或其他各种病理变化。常用的脱毛化学药品有:硫化碱、硫化钠( Na2S)、硫化钙( CaS)、硫化锶( SrS)、硫化钡( BaS)、三硫化二砷( As2S3)等。

常用脱毛剂配制处方:

1)硫化钠3份、肥皂粉1份、淀粉7份，加水混合，调成糊状软膏。

2)硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g、水75g，共100g，调成稀糊状。

3)硫化钠8 g溶于100 ml水中，配成8%硫化钠水溶液。

4)硫化碱10 g、生石灰15 g，加水至100 ml，溶解后即可用。

各种脱毛剂用法:将脱毛部位的被毛先用剪刀剪短，以节省脱毛剂用量。用棉球或纱布块蘸取脱毛剂在脱毛部位涂成薄层，经2～3 min后，用温水洗涤去除该部位脱下的毛，再用干纱布将水擦干，涂上一层油脂。一般脱过被毛部位的皮肤很少发生皮肤充血、炎症等现象。脱毛部位被毛在脱毛前一定不要用水洗，以免因水洗后，脱毛剂会渗透到皮肤毛根里，刺激皮肤，造成皮肤炎症等变化。

二、手术

功能学科实验中常用的手术有以下几种。

1．皮肤切开　动物麻醉固定后，用粗剪刀(家用剪)贴住皮肤剪去手术部位毛发(不要拎起毛发剪，这样会剪破皮肤)，在切口沿线的中点两侧各0．5cm处，分别用血管钳夹住皮肤，并向两侧拉开、提起使之成“一”字形皱褶，用手术剪在皱褶中点的皮肤上剪一小口，将剪刀并拢伸进切口，使剪刀宽面贴住皮肤内面并挑起，然后撑开剪刀，以使皮肤和皮下组织分离(此即为钝性分离方法)。在皮肤与皮下组织分离后，再用剪刀刀刃沿切口线水平地挑起皮肤(忌剪刀尖向下，以避免伤及皮下组织和血管)再行剪开，剪至切口的一侧终点后，向反方向作同样操作，直至达到切口要求的长度。钝性分离下面的组织，尤其是肌肉组织，勿使用剪刀以免出血。

2．颈部手术　颈部手术主要包括气管插管、颈动脉插管、颈外静脉插管和分离颈部神经等。

( 1)气管插管术(家兔)　动物取仰卧位，按上述皮肤切开方法，自喉部下缘至胸骨柄上缘，沿颈部正中作一5～7 cm长的切口，钝性分离皮下组织，于正中线分开肌肉，暴露并游离出一段气管，剥离干净气管表面的筋膜组织(否则剪口时易出血，且血液会流入气管影响呼吸)，于气管下穿较粗的棉线备用;在甲状软骨下约1 cm处剪一“⊥”形切口，插入“Y”形气管插管，注意插管插入时应使插入端的斜口向下，插入2～3 cm后将插管旋转180°，使插入端的斜口向上，并用先前穿好的备用线扎紧，再将余线绕气管插管的分叉处扎紧打结，以防滑脱。

( 2)颈动脉插管(家兔)　将上述切口边缘的皮肤连带下方的肌肉组织向外侧拉开，即可见在气管两侧纵行的左、右颈总动脉鞘，鞘内颈总动脉与颈静脉、颈迷走神经、降压神经伴行。应先将颈总动脉鞘分离出来，再从鞘内分离出颈总动脉，剥尽周围结缔组织和筋膜，游离出长3～4 cm的颈总动脉，尽可能向远心端游离;在动脉下穿两根结扎线，用其中一根结扎远心端，用动脉夹夹住其近心端，结扎处与动脉夹夹闭间的颈总动脉长度约需3 cm。用眼科镊柄垫在颈总动脉下方，用眼科剪在远心端结扎线的近心侧0．2～0．3 cm处的动脉壁上作一向心方向的斜切口，切口约为管径的一半。取一动脉导管，事先在距导管口上方1．5 cm处裹贴一圈胶布，将动脉导管充满肝素溶液，并注意排尽管内气体，将管尖由切口向心脏方向插入动脉内。用已穿好的线在动脉切口的近心侧0．5 cm处扎紧血管，并将剩余线段沿导管平行拉直，在平齐于胶布圈的远心缘用血管钳夹住双线段，在此处将两根线相互打一死结(此结应与胶布圈的远心缘平齐)，再将余线绕在胶布圈远心侧的导管上打结固定，以此线段拉住导管防止其滑脱。使动脉插管与动脉保持在同一条直线上，然后将动脉导管作适当固定。注意保持动脉插管的通畅。

( 3)分离迷走神经、交感神经、降压神经(家兔)　迷走神经、交感神经和降压神经与颈总动脉伴行，行走于同一颈总动脉鞘内。仔细辨认3条神经，颈迷走神经最粗，颈交感神经次之，降压神经最细，且常与颈交感神经紧贴在一起，一般位于迷走和交感神经之间。通常先用玻璃分针分离最细的降压神经，然后分离颈迷走神经、交感神经和颈总动脉。每根神经、血管分离出3～4 cm长，并在各神经、血管下穿一条不同颜色的细丝线备用。(www.xing528.com)

3．家兔腹部手术　主要用于分离膈肌、肠系膜微循环观察和作输尿管插管术等。

( 1)膈肌暴露术　动物取仰卧位，剪去胸腹部交界处手术部位兔毛，摸到剑突后，在其表面沿正中线纵行切开皮肤2～3 cm(切口不宜过大，以免内脏涌出)，用止血钳分离皮下组织及腹壁肌，暴露剑突。将剑突轻轻拉出，剪去其上牵连的筋膜，将剑突向头端方向拎起，即可见剑突背侧的膈肌。

( 2)肠系膜微循环观察术　于耻骨联合上约2 cm处起，向上沿腹白线作一长5～6 cm的切口，逐层分离进入腹腔，推开粗大深灰色的盲肠，找到回盲部，此处有一灰白色的圆形球囊，称圆小囊;或直接找到粗大(直径约1．5 cm，长为7～8 cm)、光滑无皱褶、实质感强、呈灰红色、末端为盲端的阑尾(又称引突)。选取由阑尾通过筋膜牵连着的、由其盲端指向的一段小肠，此处肠系膜长、脂肪少、血管丰富，便于微循环观察。将此段小肠暂置腹腔外，将其余肠子纳回腹腔，用血管钳夹闭肠段两侧的皮肤切口。将此段小肠的系膜展开，平铺于肠系膜灌流盒中的载物台上，用于肠系膜微循环观察。

( 3)输尿管插管术　在耻骨联合上缘沿腹部正中线向上作一长5 cm的纵行皮肤切口，沿腹白线切开腹腔，将膀胱慢慢移出体外，暴露膀胱三角，仔细辨认输尿管，将一侧输尿管与周围组织轻轻分离。穿双线备用，先用一根线结扎输尿管近膀胱端，在结扎处近肾侧的输尿管上剪一斜切口，切口约为管径一半，把充满0．1%肝素溶液的细塑料管向肾脏方向插入输尿管内，并结扎固定，随后可见尿液从细塑料管内慢慢逐滴流出。术毕用浸润温热生理盐水( 38℃左右)的纱布覆盖腹部切口，以保持腹腔内温度。

4．家兔腹股沟手术　主要用于作股动脉或股静脉插管。股动脉和股静脉插管与颈动脉插管类似，所不同的是位置的区别。先在大腿根部近腹股沟处摸到股动脉搏动点，局部剪毛，以搏动最明显处为中点沿血管走行的方向作长约4 cm的切口。股动脉、股静脉、股神经行走于同一鞘内，位置比较表浅，切开皮肤后，即能隐约见到与大腿纵轴平行、行走于筋膜下的股动脉鞘。细心挑开筋膜，注意勿损伤下面的血管和神经，先完整挑出股动脉鞘，再在鞘下方垫一撑开的镊子或血管钳，用玻璃分针小心地逐根进行分离。其余方法与颈动脉插管相同。

5．制备蟾蜍坐骨神经、腓神经标本

( 1)破坏脑和脊髓　左手持蟾蜍，腹部向下，中指在下向腹部压住双上肢，小指在上压住双下肢(夹在小指和无名指之间)，用拇指压住背部，示指向下压住其吻部，使头与躯体成一定角度，充分暴露枕骨大孔部。用探针针尖沿头背部正中向下滑动，在两侧耳后缘连线前约3 mm处可触到一条横沟，将探针于横沟中央处经枕骨大孔向前刺入颅腔，探针向前稍向下左右搅动破坏脑。检验脑已破坏的标志是蟾蜍的角膜反射消失。然后将探针回抽至枕骨大孔，再转向后方插进椎管，边向尾椎推进边捻转，以损毁脊髓。如脊髓功能被完全破坏，则动物的四肢瘫软。

( 2)制备粗制标本　在蟾蜍的骶髂关节水平以上1 cm处，用粗剪刀(家用剪)的一个尖端刺穿脊柱两侧皮肤，剪断脊柱，并将头和前肢连同所有内脏剪去。用左手拇指及示指夹住脊柱，右手由断面开始将皮肤与肌肉分离，向趾端方向剥去皮肤。用镊子提起泄殖孔部组织，用粗剪刀由泄殖孔处向上剪去尾骨，暴露左右两束坐骨神经。避开坐骨神经，用粗剪刀从背侧剪去骶骨，然后沿中线将脊柱剪成左右两半，再从耻骨联合中央剪开。将已分离的粗标本浸入任氏液中备用。

( 3)分离坐骨神经和腓神经　将上述粗制标本俯置于蛙板上，用蛙钉固定后肢趾端及脊柱，再在其下肢股部背侧二头肌和半膜肌之间，用玻璃针分离出坐骨神经，分离方向应由中枢端向外周。坐骨神经完全暴露后，用线在靠近脊柱处将坐骨神经结扎，提起结扎线，将根端剪断。轻轻提起结扎线(使相连的坐骨神经干呈松弛状态，切忌紧拉神经，以免神经受损)，用眼科剪逐一剪断坐骨神经分支，游离并取下坐骨神经和与之相连的腓浅神经。分离过程中，操作必须精细，切忌用力牵拉和钳夹神经。神经标本尽可能长些，离体的神经忌用金属物品触碰。将神经干置于标本槽的电极上，盖上盖板，以防神经干燥。

6．分离豚鼠坐骨神经、颅骨钻孔

( 1)豚鼠麻醉后取俯卧位，剪去手术部位被毛，在右后肢沿大腿后外侧纵轴切开皮肤，于股二头肌和半膜肌之间找到坐骨神经，并用玻璃分针将其分离、穿线，然后将分离的坐骨神经置于保护电极上。

( 2)剪去豚鼠头顶部被毛，在头顶正中纵向切开豚鼠头皮，暴露颅骨，用刀柄钝性分离骨膜，暴露颅骨缝，用颅骨钻在冠状缝与矢状缝交界处左后外侧，离冠状缝略后的位置钻一圆孔(钻孔时切忌用力过猛，以免损伤皮质影响电位引导)，暴露一侧大脑体感区皮质。

第六节　实验动物的采血方法

常见实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量见表3- 6- 1。一次采血过多或连续多次采血都可影响动物健康，造成贫血或导致死亡，须予注意。

表3- 6- 1　实验动物的采血量

一、大鼠、小鼠的采血法

1．尾尖取血　当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使尾部血管扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，3根尾静脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0．2～0．3 ml血，切割后用棉球压迫止血(图3- 6- 1)。这种割尾采血方法宜用于大鼠，可以间隔较长时间连续取血，进行血常规检查。

图3- 6- 1　鼠尾静脉取血法

2．眼眶后静脉丛取血　当需要中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突(使眼眶后静脉丛充血)，右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入(图3- 6- 2)。刺入深度小鼠2～3 mm，大鼠4～5 mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流入玻璃管中。得到所需的血量后，拔出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0．2～0．3 ml，大鼠约可采血0．4～0．6 ml。

3．断头取血　当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0．8～1．0 ml，大鼠可采用5～8 ml。

图3- 6- 2　鼠眼眶取血法

4．眶动脉和眶静脉取血　此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4%～5%的血液量，是一种较好的取血方法。

5．心脏取血　动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒乙醇消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手示指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进入注射器。此法要求实验者掌握以下要点:要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺;要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺入心脏抽吸血液。

6．大血管取血　大、小鼠还可从颈动、静脉和股动、静脉及腋下动、静脉取血，在这些部位取血均需麻醉后固定动物，然后作动、静脉分离手术，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行刺入(或直接用剪刀剪断大血管)，抽取所需血量。切断动脉时，要防止血液喷溅。

二、家兔的取血法

1．耳缘静脉取血　如要采集少量血液，可采用此法。将家兔放在固定盒内，拔去拟采血部位的毛，用电灯照射加热或用电吹风吹热或用二甲苯棉球擦耳郭，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出即可。取血后用棉球压迫止血。亦可用针头插入耳缘静脉取血，其操作步骤基本与耳缘静脉注射相似。最好有一助手帮助压紧耳根部，这样抽血时比较容易(图3- 6- 3)。

2．兔耳中央动脉取血　在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端，沿着动脉向心方向平行刺入动脉，此法一次可取血10～15 ml。取血完毕后注意止血。抽血时要注意:由于兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩前立即抽血。不要在近耳根处取血，因耳根部软组织厚，血管位置较深，易刺透血管造成皮下出血。

图3- 6- 3　兔耳缘静脉取血法

3．心脏取血　兔心脏取血法和大、小鼠心脏取血法类似，且比较容易掌握。将兔仰卧固定在手术台上，将心脏部位被毛剪去，用碘酒乙醇消毒皮肤，选择心搏最明显处穿刺，针头刺入心脏后即有血液涌入注射器。取得所需血量后，迅速将针头拔出，这样心肌上的穿孔易于闭合。经6～7 d后，可以重复进行心脏采血。

此外，还可以从颈动脉、颈静脉、股动脉、股静脉、眼底取血，但一般不常采用。

三、豚鼠的取血法

1．耳缘剪口采血　消毒耳缘后，用刀片割破或剪刀剪破耳缘，在切口边缘涂上20%的枸橼酸钠溶液，防止血液凝固，血液即可自切口处流出。此法每次可采血0．5 ml左右。

2．足背中静脉取血　由助手固定好动物，并将其后肢膝关节伸直，实验者将动物脚背面用乙醇消毒，找到足背中静脉后，以左手的拇指和示指拉住豚鼠的趾端，右手持注射器针刺入静脉，拔针后血液即可自行流出，采血后用纱布或脱脂棉压迫止血。反复取血时，两后肢交替使用。

3．心脏取血豚　鼠的心脏取血法与大鼠、小鼠的采血方法相似。

四、狗的取血法

狗常从前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉取血。其操作步骤与静脉注射相似，但技术需熟练，不适于连续取血。在新生仔狗、小型狗大量取血，可从颈静脉取血。

五、血清和血浆的制备方法

血清和血浆均是不含细胞(包括血小板)等有形成分的血液部分，其主要区别是血清中不含凝血因子和血小板，而血浆中则含有凝血因子。它们的制备方法如下。

1．血清的制备　获得的血液不能抗凝，盛于离心管或可以离心的玻璃器皿中，静置或置37℃环境中促其凝固，待血液凝固后离心(注意先平衡离心管，一般为3 000 r/min，离心5～10min)，得到的上清液即为血清，可小心将上清液吸出(注意切勿吸出细胞成分)，分装备用。

2．血浆的制备　事先在盛血的容器中加入一定比例的抗凝剂(表3- 6- 2)，将血液加到一定量后颠倒混匀(切忌振荡，以免血细胞破碎)，离心(离心条件同上，离心速度可相对低一些)所得的上清液即为血浆。初用者最好将血浆移至另一清洁容器，吸出血浆时用毛细吸管贴着液面逐渐往下吸，切忌吸起细胞成分。

3．富含血小板血浆制备　将获得的血液经800 r/min，离心5 min，其上清液即为富含血小板血浆。

表3- 6- 2　常用血液抗凝剂

第七节　实验动物的给药途径和方法

在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的作用，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。

一、给药途径

常用的给药途径有经口给药(口服、灌胃)，皮下注射，腹腔注射和静脉注射。另外还有脑内给药、直肠内给药、经皮肤给药等给药方法。选择给药途径应考虑到将来临床应用时的给药途径问题，这样可以提高实验结果的参考价值。选择给药途径的依据如下。

1．根据药物的性质选择给药途径经口给药是最常见的给药途径。具有刺激性的药物不适于皮下、肌肉和腹腔注射，只能经口给药或静脉注射，显然经口给药比静脉注射更为简便，粗制剂或水不能溶解的药物经口给药较适宜，遇有在消化道破坏或吸收不好的药则应注射给药。具有催吐作用的药不宜经口喂猫、狗和猴，因为动物呕吐时将部分药物吐出，影响实验的精确性，这时可采用注射的途径，而鼠和兔不会呕吐，所以可经口给药。

2．根据实验要求选择给药途径要求药物作用出现迅速时可采用注射途径(腹腔、静脉)。要使药物的作用相对延长时，可注射油溶液或混悬液。

3．根据药物剂型选择给药途径水溶液可采用任何给药途径，油溶液可经口给药，如需注射时，一般可采用肌肉注射，小鼠可采用皮下注射，但要注意给药部位是否完全吸收。

二、给药方法

1．经口给药法　有口服和灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、狗等动物。口服法可将药物混入饲料中或溶于饮水中任动物自由摄取，此法简单，也不会因操作失误而导致动物死亡。但由于动物的状态和嗜性的不同，饮水和饲料的摄取量不同，大部分很难准确掌握给药量。另外，室温下易分解的药物、小剂量被检物质的给药，都很难确保给药量。为保证准确掌握给药量，则常用灌胃法。灌胃法由于能掌握给药时间，故能记录发现症状的时间、经过。灌胃法与口服法相比，每天除给药耗费时间以外，还对动物造成一定程度的机械的和心理的影响，要减少这些不良影响，有必要充分掌握灌胃技术。现在有各种不同型号的灌胃针头可把药物直接送到动物胃内，注意针头顶端小球的直径应大于所用动物的气管直径，这样药物便不会灌入肺内。

图3- 7- 1　鼠灌胃法

( 1)小鼠　用左手拇指和示指抓住小鼠的两耳和头部皮肤，以无名指或小指将尾巴紧压在掌上，使腹部朝向术者，头部向上呈一倾斜度，右手持注射器进行灌胃(图3- 7- 1)。灌胃管头先从小鼠口角插入口腔内，然后用灌胃管杆体部分压其口腔上腭，使口腔与食道成一直线，再将灌胃管沿上腭壁轻轻进入食道，当灌胃管继续经口进入时，稍感有抵抗，此位置相当于食管通过膈肌的部位。把灌胃管伸到底，使其达胃，如此时动物安静，呼吸无异常，可将药物注入。如小鼠挣扎或遇有阻力应抽出灌胃管再试插之，若强行操作，会损伤食管或膈肌，造成小鼠死亡。在灌入药物之后，轻轻地将针头抽回。如插入气管注射后动物立即死亡。此种灌胃方法的要点是:动物要固定好，头部和颈部保持平行，进针方向正确，操作时不宜粗暴。

( 2)大鼠　大鼠灌胃方法与小鼠相似，只是大鼠灌胃管比小鼠的略粗、略长一些。抓取大鼠时，除将左手拇指和示指抓住两耳和头部皮肤外，其他三指要抓住背部皮肤，将大鼠抓持在手掌内。在进行灌胃时，首先将灌胃管放在门齿与臼齿间的裂隙，使灌胃管沿着口腔上部向后到达喉头。在将灌胃管送入食管之前，让大鼠吞咽，如果大鼠不吞咽，轻轻转动管子刺激吞咽动作。注意左手不要抓得太紧，以免颈部皮肤向后拉，勒住食管，灌胃管不易插入且容易损伤食管。为防止插入气管，可将注射器的内栓轻轻回抽一下，证实没有空气逆流后注药。

( 3)豚鼠　豚鼠灌胃时，助手以左手从动物的背部把后腿伸开，并把腰部和后腿一起固定，用右手的拇指和示指夹住两前腿使之固定。术者右手所持的豚鼠用灌胃管沿动物上腭壁滑行插入食管，进而插入胃内灌药。也可用木制开口器，把导尿管通过开口器中央的孔插入胃内。上述两种方法皆需回抽证实注射器内无空气时才能慢慢注入药液。最后需注入生理盐水2 ml，将管内残留的药液冲出，以保证投药剂量的准确。

若给固体药物时，把豚鼠放在金属网上，以左手掌从背部握住豚鼠的头颈部而将其固定，以拇指和示指压迫其口角部使口张开。用镊子夹住固体药物，放进豚鼠舌根部的凹处，使动物迅速开口而咽下。当证实咽下后即放开手。

( 4)兔　兔的固体药物口服法与豚鼠基本相似。液体药物灌胃法需两人协作进行。一人坐好，将兔的躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳，固定其头部，右手抓住前肢;另一人将开口器横放于兔口中，将舌头压在开口器下面，用左手把开口器固定，右手取合适的胃管或导尿管经开口器中央小孔慢慢沿上腭壁、后壁插入食管15～18 cm(图3- 7- 2)。为避免误入气管，可将胃管的外口端放入清水杯中，若有气泡逸出，则证明在气管内，应拔出重新插入，若无气泡则用注射器将药物灌入，然后再注入少量清水，将胃管内药液冲入胃内。灌胃完毕后先拔出胃管，后拿出开口器，以免胃管被动物咬坏。

图3- 7- 2　家兔的灌胃方法

( 5)狗　狗灌胃的方法与家兔相似。将导尿管从鼻腔或口腔插入食管内投予液体药物。注意勿出现误咽及出血。若给片剂、丸剂、胶囊等药物，将狗固定，撬开上下颚的齿列，用镊子(尖端弯者易于使用)把药物夹住，放到舌根部。迅速合起上下颚，使狗咽下。如狗以舌舔口唇则表示已咽下。投药前需用水湿润口腔内部，便于药物咽下。

现将各种动物一次灌胃能耐受的最大容积列表如下，以供参考(表3- 7- 1)。

2．注射给药法

( 1)皮下注射　皮下注射较为简单，一般都取背部及后腿皮下。小鼠通常在背部皮下注射，将皮肤拉起，注射针刺入皮下，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。熟练者可把小鼠放在金属网上，一只手拉住鼠尾，小鼠以其习惯向前方爬动，在此状态下，易将注射针刺入背部皮下，注射药物。此法可用于大批注射时。注射剂量为0．1～0．3 ml/10 g。

表3- 7- 1　各种动物一次灌胃能耐受的最大容积

家兔皮下注射时，局部去毛，用左手拇指及中指将注射部位皮肤提起，使成一皱褶，并用示指按压皱褶的一端，在示指尖下会形成一三角体皱褶，增大皮下空隙，以利针刺。右手持注射器，自皱褶下刺入。证实在皮下后，松开皱褶，将药液注入。

豚鼠、大鼠、狗、猫等背部皮肤较厚，注射器针头不易进入，硬进容易折断针头，故给这些动物作皮下注射时不应选用背部皮肤。一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿内侧，大鼠可在左侧下腹部。

( 2)皮内注射　此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。将动物注射部位的被毛剪去，乙醇消毒。用卡介苗注射器带4号细针头沿皮肤表浅层插入，随之慢慢注入一定量的药液。当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起橘皮样小泡，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。此小泡如不很快消失，则证明药液确实注射在皮内;如很快消失，就可能注射在皮下，应重换部位注射。

( 3)肌肉注射　此法比皮下和腹腔注射用得少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。选择动物肌肉发达部位注射，如猴、狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。注射时固定动物勿使其活动，将臀部注射部位的被毛剪去，右手持注射器，使注射器与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中，为防止药物进入血管，注药液之前要回抽针栓，如无回血则可注药。注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较少，不常作肌肉注射，如需肌肉注射，可注射入大腿外侧肌肉。用5～6号针头注射，小鼠每腿不超过0．1 ml。

( 4)腹腔注射　小白鼠腹腔注射时，左手固定好动物，将腹部朝上，右手将注射器的针头在下腹部腹白线稍向左的位置，从下腹部朝头方向刺入皮肤，针头到达皮下后，再向前进针3～5mm，接着使注射针与皮肤呈45°角刺入腹肌，针尖通过腹肌后抵抗消失。在此处保持针尖不动的状态下，回抽针栓，如无回血或尿液，再以一定的速度轻轻注入药液。为避免刺破内脏，可将动物头部放低，使脏器移向横膈处。小鼠的一次注射剂量为0．1～0．2 ml/10 g。

大鼠腹腔注射与小鼠相同。注射剂量为1～2 ml/100 g。

狗、猫、兔等动物腹腔内注射，可由助手抓住动物，使其腹部向上，注射部位都大致相似。兔在下腹部近腹白线左右两侧约1 cm处，狗在脐后腹白线侧边1～2 cm处注射。

( 5)静脉注射　根据不同动物的种类选择注射血管的部位。一般选择容易插入注射针的血管。因为是通过血管内给药，所以只限于液体药物，如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。

大、小鼠一般多用尾静脉，注射前先将动物装入固定盒内固定好，使其尾巴露出，尾部用45～50℃温水浸泡1～2 min或用75%的乙醇棉球擦拭，使血管扩张并使表皮角质软化，以拇指和示指捏住尾根部的左右侧，使血管更加扩张，尾部静脉显得更清楚，以无名指和小指夹住尾端部，以中指从下面托起尾巴，以使尾巴固定。用4号针头从左或右静脉注入。针头在尾静脉内平行推进少许，左手的三指捏住尾巴，并连针头和鼠尾一起捏住，以防动物活动时针头脱出。如针确已在血管内，则药液进入无阻，否则出现隆起发白的皮丘，可拔出针再移向前插入。注射完毕后，随即用左手拇指按住注射部位，右手放下注射器，取一棉球裹住注射部位并轻轻揉压，使血液和药液不致流出。需反复静脉注射时，尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动注射。一次注射剂量为0．05～0．1 ml/10 g。

尾静脉注射的要点是:注射前尾静脉尽量充血;要用较细的针头;针头刺入后，一定要使其与血管走向平行;当针头进入顺利无阻时，必须把针头和鼠尾一起固定好，不要晃动，以免出血造成血肿或溶液溢出;注射部位尽量选用尾静脉下1/3处，因此处皮薄，较易进入血管。

大鼠尚可切开皮肤注射于股静脉或颈外静脉，但需麻醉进行。

兔静脉注射一般采用耳缘静脉注射(图3- 7- 3)。将兔放入固定盒内固定好，先拔去注射部位的兔毛，用乙醇棉球涂擦耳部边缘静脉，并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳，促进静脉充血。然后用左手示指和中指压住耳根部静脉，拇指和小指夹住耳边缘部分，以左手无名指放在耳下作垫，待静脉显著充盈后，右手持注射器尽量从静脉末端刺入血管，并沿血管平行方向深入1 cm，放松对耳根处血管的压迫。推动针栓，感觉有阻力或发现静脉处皮肤发白隆起，表示针在皮下，这时应将针头稍稍退回，再往前端刺入。如无阻力和发白隆起现象，表明针在血管中，用左手拇指和示指上下捏住皮肤和针予以固定(如需保留针在血管中，可用大号动脉夹夹住针眼以上的针杆和耳缘加以固定)，以防针滑脱，随后即可注药。注射完毕后，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟，以防出血。

图3- 7- 3　兔耳血管分布(图左)兔耳缘静脉注射方法(图右)

狗静脉注射常选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉给药。注射前先将注射部位的被毛剪去，碘酒、乙醇消毒皮肤，在静脉向心端处用橡皮带绑紧(或用手抓住)，使血管充血。将针头向血管旁的皮下先刺入，然后沿血管平行刺入静脉，回抽针栓，如有回血，放松对静脉近心端的压迫，缓缓注入药液。已麻醉的狗也可选用股静脉或颈静脉给药。

( 6)淋巴囊内注射　蛙及蟾蜍皮下有数个淋巴囊，注入药物极易吸收，故淋巴囊注射常作为蛙类的给药途径。主要可注入颌下、胸、腹及大腿等淋巴囊内，由于其皮肤薄，缺乏弹性，如果用注射针刺入，抽针后，药液易自注射处流出，因此，注射胸淋巴囊时，应从口角入口腔底部刺入肌层再进入皮下，针尖入胸淋巴囊后，再行注射(图3- 7- 4)。注射腹淋巴囊时，针尖从胸淋巴囊刺入，进入腹淋巴囊再注射。注射大腿淋巴囊时，针尖从后小腿皮肤刺入通过膝关节进入大腿淋巴囊。每只注射量为0．25～1 ml。

图3- 7- 4　蟾蜍淋巴囊注射法

3．经皮肤给药法　为了鉴定药物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用等，均需采用经皮肤给药方法。

( 1)大鼠和小鼠　经皮给药可采用浸尾方式，主要目的是定性地判断药物的经皮肤吸收作用。先将动物放入特制的固定盒内，露出尾巴，继之将尾巴通过小试管软木塞小孔，插入装有药液或受检液体的试管内，浸泡2～6 h，并观察其中毒症状。如果是毒物，实验时要特别注意，避免因吸入受检液所形成的有毒蒸气而中毒。为此，要将试管的软木塞塞紧，必要时可将受检液表面加上一层液状石蜡。为了完全排除吸入的可能性，可在通风橱的壁上钻一个相当于尾根部大小的小孔，将受检液置于通风橱内，动物尾巴通过小孔进行浸尾实验，而身体部分仍留在通风橱以外。

(2)家兔及豚鼠经皮肤给药　部位常选用脊柱两侧的背部皮肤选定部位后，按上述脱毛方法脱去被毛，洗净脱毛剂，然后归笼待24 h(或过夜)后使用。脱毛过程中应特别注意不要损伤皮肤。次日，仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度腐蚀的创口，以及有无炎症、过敏等现象，如有，应暂缓使用，待动物完全恢复。如皮肤准备合乎要求，便可将动物固定好，在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩，罩底用凡士林、胶布固定封严，用移液管沿罩柄加入一定剂量的药物，塞紧罩柄上口，待受检液与皮肤充分接触并完全吸收后(一般需2～6 h)解开，然后将皮肤表面仔细洗净。药物与皮肤接触的时间根据药物性质和实验要求而定。观察时间视实验需要而定。如果是一般的药物，如软膏和各种化妆品，可直接涂抹在皮肤上。

第八节　实验动物的处死方法

一、颈椎脱臼法

颈椎脱臼法是大鼠和小鼠最常用的处死方法。用拇指和示指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾，用力稍向后上方一拉，使之颈椎脱臼，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。

二、空气栓塞法

主要用于大动物的处死，用注射器将空气急速注入静脉，可使动物致死。当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液相混致血液呈泡沫状，随血液循环到全身。如进入肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般兔与猫可注入10～20 ml空气;狗可注入70～150 ml空气。

三、急性大失血法

用粗针头一次采取大量心脏血液，可使动物致死。豚鼠与猴等皆可采用此法。鼠可采用眼眶动、静脉大量放血致死。具体方法参看本章第五节，大鼠和小鼠眼眶动、静脉的取血方法。狗和猴等在麻醉状态下，暴露出动物的颈动脉，在两端用止血钳夹住，插入套管，然后放松近心端的钳子，轻轻压迫胸部，尽可能大量放血致死。狗也可采用股动脉放血法处死。硫喷妥钠20～30 mg/kg静脉注射，狗则很快入睡，然后暴露股三角区，用利刀在股三角区作一个约10 cm的横切口，将股动、静脉全部切断，立即喷出血液，用一块湿纱布不断擦去股动脉切口处的血液和凝块，同时不断用自来水冲洗流血，使股动脉切口保持通畅，动物3～5 min内即可死亡。

四、吸入麻醉法

应用乙醚吸入麻醉的方法处死。大鼠和小鼠在20～30 s陷入麻醉状态，3～5 min死亡。应用此法处死豚鼠时，其肺部和脑会发生小出血点，在病理解剖时应予注意。

五、注射麻醉法

应用戊巴比妥钠注射麻醉致死。豚鼠可用其麻醉剂量3倍以上剂量腹腔内注射;猫可采用本药麻醉量的2～3倍药量静脉注射或腹腔内注射;兔可用该药80～100 mg/kg的剂量急速注入耳缘静脉内;狗可用该药100 mg/kg静脉注射。

六、其他方法

大鼠和小鼠还可采用击打法、断头法、二氧化碳吸入法致死。具体操作是右手抓住鼠尾提起动物，用力摔击鼠头部，动物痉挛致死，或用小木槌用力击打头部致死。用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，由于剪断了脑脊髓，同时大量失血，动物很快死亡。目前国外多采用断头器断头，将动物的颈部放在断头器的铡刀处，慢慢放下刀柄接触到动物后，用力按下刀柄，将头和身体完全分离，这时有血液喷出，要多加注意。吸入二氧化碳，此法安全、人道、迅速，被认为是处理啮齿类的理想方法，国外现多采用此法。可将多只动物同时置入一个大箱或塑料袋内，然后充入二氧化碳，动物在充满二氧化碳的容器内1～3 min内死去。

(杨轶群)